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Im Vergleich zu Pflanzen ist die gentechnische Veränderung von Tieren zum Teil wesentlich aufwendiger. Dies gilt insbesondere für Säuger, da die Eizelle nicht direkt zugänglich ist und somit Methoden der in-vitro-Fertilisation eingesetzt werden müssen.

Bei Säugern hat sich in den letzten Jahren die Methodik von der zufälligen Integration von DNA durch Mikroinjektion zur präzisen genetischen Mikrochirurgie (Genome Editing) weiterentwickelt. ^[1]

Die ursprüngliche Methode beinhaltet die Injektion des Gens in die befruchtete Eizelle (Zygote), in deren Genom die injizierte DNA an einer zufälligen Stelle integriert wird. Bei Säugern ist die Methode sehr aufwendig, da die injizierten Eier durch Embryotransfer in Ammen eingebracht werden müssen, um eine normale Entwicklung zu ermöglichen. Diese Technik, die häufig als Mikroinjektion bezeichnet wird, ist bei Mäusen sehr gut etabliert. Bei grösseren Säugetieren, wie Schafe, Ziegen, Schweine und Rinder, ist die Technik aufwendig, da ein grosses Zuchtprogramm bereitgestellt werden muss, um genügend Eier und Ammentiere zur Verfügung zu haben. Die Mikroinjektion in befruchtete Eizellen ist relativ ineffizient und erlaubt nur die Zugabe eines Gens, dessen Aktivität kaum vorausgesagt werden kann, da der zufällige Ort der Integration im Genom im Wesentlichen die Genaktivität festlegt.

Eine gezielte Genveränderung ist bei Säugern möglich, wenn die Genmanipulation in embryonalen Stammzellen durchgeführt wird. Hierbei kann durch homologe Rekombination ortsspezifisch, d.h. an einer definierten Stelle des Genoms, ein Gen eingefügt oder verändert werden. Dieses Verfahren, das recht ineffizient ist, ist durch Genome Editing wesentlich vereinfacht worden. Nach erfolgreicher Genmanipulation der embryonalen Stammzellen, werden diese in Blastocysten integriert. Der sich entwickelnde Embryo ist eine Chimäre, d.h. er enthält neben den normalen Zellen auch transgene Zellen, die bei der Entwicklung des Embryos zufällig in die verschiedenen Gewebe und Organe integriert werden. Es werden dann diejenigen Tiere ausgesucht, in denen die transgenen Zellen an der Ausbildung der Keimbahn beteiligt sind, so dass das Transgen durch die Keimzellen an die folgenden Generationen weitergegeben werden kann.

Da es bisher nicht möglich ist, embryonale Stammzellen von Nutztieren zu gewinnen, wird bei diesen Tieren das Klonen verwendet. Hierbei wird der Zellkern aus einer genmanipulierten Zelle mit den gewünschten Eigenschaften entnommen und in die entkernte Eizelle injiziert. Der sich entwickelnde Embryo wird in eine Amme übertragen, um ein transgenes Tier zu erzeugen. Die Methode, die als somatischer Zellkerntransfer, englisch somatic cell nuclear transfer (SCNT), bezeichnet wird, ist relativ ineffizient, da es häufig zu Fehlbildungen kommt. Entscheidend für den Erfolg ist die Zelllinie, die als Kernspender dient. Sie darf keine Veränderungen im Genom haben, die eine normale Entwicklung verunmöglicht. Im Prinzip kann in der Spender Zelllinie auch eine gezielte Genveränderung mit Genome Editing erfolgen. Der Aufwand ist aber sehr gross, da Zellen, die für das Klonen geeignet sind, häufig nur eine geringe Rate an homologer Rekombination aufweisen. Auf Grund der publizierten Daten, die sich auf mehr als 30,000 eingepflanzte Embryonen von Rindern, Schweinen, Ziegen und Schafen abstützt, ergibt sich eine Ausbeute von etwa 1% genveränderten Tieren.^[2]

Eine Methode der Wahl ist Genome Editing direkt in der befruchteten Eizelle, da dieser Ansatz eine gute Ausbeute an sich entwickelnden Embryonen (ca 50%) aufweist und etwa 10% bis 40% der Neugeborenen die erwünschte Genveränderung tragen.^[3] Offensichtlich ist das Genom Editing in der Eizelle so effizient, dass häufig beide Allele mutiert sind. Da nach dem Genome Editing ausschliesslich die erwünschte genetische Veränderung auftritt, können unerwünschte Nebenwirkungen ausgeschlossen werden. Diese erlaubt es, eine erwünschte Mutation, die in einer bestimmten Tierrasse vorkommt, in eine andere Tierrasse einzuführen. Damit ist es möglich, eine neue Tierrasse herzustellen, die nur die erwünschte Mutation enthält. Somit wird der Genpool der betreffenden Tierspezies nicht verändert. Im Prinzip kann ein entsprechendes Tier auch durch Züchtung erhalten werden. Diese Verfahren ist aber sehr aufwendig, da es über viele Generationen erfolgen muss. Zudem wird man stets in der neu etablierten Rasse noch andere Gene haben, die unter Umständen unerwünscht sind. In den letzten 5 Jahren, nachdem die Methode des Genome Editing entwickelt wurden, sind bereits mehr als 300 Experimente bei Rindern, Schweinen, Schafen und Ziegen erfolgreich durchgeführt worden.^[2]

Für die Grundlagenforschung sind genveränderte Tiere ein wichtiger Ansatz um die Funktionsweise der verschiedenen Gene im gesamten Organismus zu erfassen. Diese Versuchstiere, insbesondere Mäuse, dienen aber auch dazu, die Methoden der Genveränderung zu entwickeln und zu optimieren.

Heimtiere werden vom Menschen in der Regel zur Freude, Zierde oder als Gefährten gehalten. Die Gentechnik erlaubt diese Tiere, die häufig durch Domestikation an den Menschen angepasst wurden, zusätzlich nach den Wünschen des Menschen zu verändern.

Unter dem Markennamen "GloFish" sind grün fluoreszierende Fischarten für Aquarienliebhaber in den USA vertrieben worden.^[4] In der Europäischen Union sind diese genveränderten Fische nicht zugelassen.

Das chinesische Forschungsinstitut BGI hat durch Genome Editing mit der "Transcription Activator-like Effector Nuclease" das Gen für den Rezeptor des Wachstumshormons in der Minischwein-Rasse Bama inaktiviert. Diese genveränderten Schweine werden nur 15 kg anstelle von 60 kg schwer und waren zunächst als Versuchstiere geplant, die eine kostengünstige Infrastruktur erlauben. Sie wurden dann auch als Haustiere angeboten.^[5]

Der Mensch hält seit Jahrtausenden Nutztiere, wobei er gezielte Tiere gezüchtet hat, die für seine Bedürfnissen besonders geeignet sind. Da die Züchtung von Nutztieren sehr aufwendig ist, erhofft man durch Einsatz der Gentechnik gezielt neue Rassen zu erhalten, die für den Menschen von Nutzen sind.

Ein gentechnisch veränderter Lachs ist im November 2015 in den USA durch das FDA als erstes Lebensmittel zugelassen worden. ^[6] Dieser genveränderte Lachs (AquaAdvantage salmon) enthält ein zusätzliches Wachstumshormon, so dass er schon nach 18 Monaten und nicht erst nach 3 Jahren schlachtreif ist. Um ein Auskreuzen mit Wildformen des Lachs auszuschliessen, werden nur triploide weibliche Tiere aufgezogen, die steril sind. Zusätzlich wird die Aufzucht an Land durchgeführt, wobei das Entweichen ins Meer durch mehrere Barrieren verhindert wird.^[7]

Bei Rindern, Schafen und Ziegen gibt es Rassen mit grösserer Muskelmasse. Diese Eigenschaft kann in vielen Fällen auf eine Mutation zurückgeführt werden, die zu einer verminderten Produktion von Myostatin führt. Da Myostatin die Muskelbildung hemmt, führen Mutationen im Myostatin-Gen zu einer erhöhten Muskelmasse, was zu einer Verbesserung der Fleischproduktion führt ^[8] Da viel Muskelmasse auszubilden bei vielen Nutztierrassen erwünscht ist, besteht ein grosses Interesse diese Eigenschaft einzukreuzen. Diese ist mit klassischer Züchtung sehr aufwendig, so dass Genome Editing ein attraktiver Ansatz ist. Auf überzeugende Weise hat man mit der CRISPR/Cas-System beim Schaf das Myostatin-Gen ausgeschaltet (knock-out). 53 Blastocysten, die aus injizierten Eizellen hervorgegangen sind, wurden in Ammentiere eingepflanzt und führten zur Geburt von 22 Lämmern, von denen in acht Tieren Mutationen in beiden Allelen vorhanden waren. Alle diese Schafe mit einer homozygoten Mutation sind gesund und zeigten eine erhöhte Muskelmasse. Die Forscher argumentieren, das mit diesem Ansatz zum Beispiel Merinoschafe mit einer hochwertigen Wolle auch zu einem guten Fleischlieferanten verändert werden könnten.^[3] Eine logische Weiterführung dieses Ansatzes ist das Einführen der Mutation des Texelschafs, die für die hohe Fleischqualität verantwortlich ist.^[9] In diesem Fall ist die Mutation ein einziger Basenaustausch ausserhalb der Proteincodierenden Sequenz, die normalerweise in Schafen vorkommt.^[10]

Die Enthornung von Rindern ist eine häufige Praxis, da die Hörner eine Verletzungsgefahr zwischen den Tieren aber auch für den Tierhalter darstellen. Diese Enthornung erfolgt durch Zerstörung der Hornanlage bei Kälbern mit einem Brenneisen und ist eine schmerzhafte Prozedur. Einigen Rinderrassen, zum Beispiel Aberdeen Angus, sind hornlos und molekulargenetische Analysen haben gezeigt, dass hierzu eine Mutation im POLLED-Gen verantwortlich ist.^[11] Durch Genome Editing wurde diese Mutation im POLLED-Gen in Zellen von gehörnten Rindern eingeführt.^[12] Entsprechende Experimente in befruchteten Eizellen sind noch nicht veröffentlicht.

Maul- und Klauenseuche ist eine hochansteckende Viruserkrankung, die auch Schweine betreffen kann. Um die Vermehrung des Maul-und-Klauenseuche-Virus zu unterdrücken hat ein Team chinesischer Wissenschaftler transgene Schweine hergestellt, die eine kleine RNA produzieren, die durch RNA-Interferenz die Produktion des Virushüllproteins VP1 unterdrückt, das für die Vermehrung des Virus in den Zellen unerlässlich ist.^[13] Es ist zurzeit unklar, ob dieser Schutz gegen alle sieben Subtypen des Virus wirkt und ,ob nicht relativ rasch Varianten des Virus auftreten, deren Genom durch Mutation so verändert wird, dass die RNA-Interferenz nicht mehr wirken kann.

Seuchenhafter Spätabort der Schweine (porcine reproductive and respiratory Syndrome, PRRS) wird durch den PRRS-Virus ausgelöst und führt zu hohen Verlusten in Schweinebeständen. Durch [Genome Editing]] wurde mit dem CRISPR/Cas-System das CD163-Protein mutiert, das für das Eindringen des PRRS-Virus notwendig ist. Diese Genom-editierten Tiere sind völlig normal, aber resistent gegen eine Infektion mit dem PRRS-Virus. Ob diese Resistenz gegen alle Subtypen des PRRS-Virus wirkt, ist noch nicht untersucht.^[14]

Mastitis, die Entzündung der Milchdrüse, bei Kühen verursacht einen hohen wirtschaftlichen Schaden in der Landwirtschaft. Eine chinesische Forschergruppe hat durch Genome Editing mit Hilfe einer Zinkfingernuklease, die spezifisch den Beta-Casein-Genlocus erkennt, das menschliche Lysozym-Gen in diesen Genlocus integriert. Da dieser Genlocus in der Milchdrüse aktiv ist, wurde in der Milch dieser transgenen Kühe eine etwa 100-fach erhöhte Konzentration an Lysozym gefunden. Diese erhöhte Menge an Lysozym sowie die Tatsache, dass das menschliche Lysozym 10-mal aktiver ist, erklärt, dass die transgenen Kühe eine hohe Resistenz gegen Bakterien haben, die Mastitis auslösen.^[15]

Die antimikrobielle Proteine Lactoferrin und Lysozym sind in der Milch des Menschen in 10- bis 100-mal höherer Konzentration vorhanden als in der Milch von Nutztieren. Um den Gehalt dieser Proteine zu erhöhen, wurde transgene Kühe und Ziegen gezüchtet, die menschliches Lactoferrin oder Lysozym in Mengen ihrer Milch enthalten, die derjenigen beim Menschen entsprechen.^[16] Bisher sind keine Nutztiere mit menschlichen Proteinen in ihrer Milch zur kommerziellen Nutzung zugelassen.

Zum Studium genetisch bedingter Krankheiten beim Menschen sind Tiermodelle wichtig, um fehlgeleitete Signalwege zu erkennen und Möglichkeiten zu deren Behandlung zu erfassen. Da Mäuse und Ratten häufig ungeeignet sind, werden vermehrt Nutztiere, insbesondere Schweine und Schafe, verwendet, deren Anatomie, Physiologie, Lebensdauer und Grösse besser dem Menschen entsprechen. Mit gentechnischen Verfahren, insbesondere mit Genome Editing, werden die beim Menschen identifizierten Mutationen in die Nutztiere eingefügt. Bisher stehen Cystische Fibrose, Diabetes mellitus, kardiovaskuläre Erkrankungen, Herzrhythmusstörungen, Krebs und viele andere Krankheiten im Vordergrund, deren Ursprung häufig beim Menschen auf genetischen Defekten beruhen. In wie weit diese Modelle auch konkrete Verbesserungen in der Therapie ergeben, kann nur die Zukunft zeigen.^[17]

Schon 1991 wurde versucht in transgenen Kühen menschliches Lactoferrin zu produzieren, um die Möglichkeiten der Herstellung therapeutisch wichtiger Substanzen zu erforschen. Der entsprechende Bulle Herman hat damals grosses Aufsehen erregt. Aus dieser Grundlagenforschung ist dann im Jahr 2014 rekombinanter menschlicher C1-Esterase-Inhibitor (Ruconest®) hervorgegangen, der in der Milch transgener Kaninchen produziert wird und von Pharming zur Behandlung von hereditärem Angioödem vermarktet wird. In der Folge sind andere rekombinante Proteine aus der Milch transgener Kaninchen und aus dem Eiweiss transgener Hühner isoliert worden. Beide System erlauben die Herstellung pharmazeutisch wichtiger Proteine, deren essentiellen Modifikationen, insbesondere Glykosylierungen, nur in tierischen Zellen erfolgen. Bisher sind es aber alles Nischenprodukte, da sie nur für die Behandlung seltene Krankheiten, wie zum Beispiel Wolman-Krankheit, verwendbar sind.^[18]

Die Gelbfiebermücke (Aedes aegypti),die durch den Menschen weltweit verbreitet worden ist, überträgt durch ihre Stiche die Viren des Gelbfiebers, des Dengue-Fiebers und des Zika-Fiebers. Da gegen Dengue-und Zika-Fieber bisher keine Impfstoffe entwickelt werden konnten,ist die direkte Bekämpfung der Stechmücke sehr wichtig. Der Einsatz von Insektiziden ist nicht optimal, da die Wirkung auch viele Nutzinsekten betrifft und die Stechmücken auch teilweise gegen die eingesetzten Insektizide resistent geworden sind. Daher versucht man mit biologischer Schädlingsbekämpfung die Populationen dieser Stechmücken einzudämmen. Die Firma Oxitec hat hierzu mit gentechnischen Methoden Gelbfiebermücken gezüchtet, die ein todbringendes Gen tragen, dessen Aktivität im Labor durch Tetracyclin blockiert werden kann. Wenn die Männchen dieser gentechnisch veränderten Stechmücken freigelassen werden, paaren sie sich mit den normalen Weibchen, so dass das Todesgen auf die Nachkommen übertragen wird. Da in der Wildpopulation kein Tetracyclin zur Verfügung steht, sterben alle Nachkommen, die dieses Todesgen tragen. Feldversuche auf den Cayman Inseln, in Panama und in Brasilien haben eine Reduktion der Anzahl an Gelbfiebermücken um 80 bis 95% ergeben. Ob diese Reduktion ausreicht, um die Zika-Epidemie in Südamerika signifikant zu bekämpfen ist noch unklar. Insbesondere ist es eine sehr grosse Herausforderung, die entsprechend hohe Zahl an gentechnisch veränderten Männchen der Stechmücken zu züchten.^[19] Ähnliche Versuche wurden zur Bekämpfung der Kohlmotte gemacht, deren Raupen zu erhebliche Frassschäden an Kohlarten führen.^[20]

Malaria wird durch einzellige Plasmodium-Parasiten ausgelöst, die durch Stechmücken der Gattung Anopheles übertragen werden. Da bisher kein Malariaimpfstoff zur Verfügung steht ist die Bekämpfung der Anopheles ein wichtiger Ansatz. Da der Einsatz von Insektiziden problematisch ist, werden auch Ansätze getestet, bei denen die Mücken gentechnisch verändert werden. Besonders interessant ist der Ansatz, in dem Restenzgene in die Mücken eingebracht werden , um die Vermehrung des Plasmodiums in der Mücke zu blockieren. Hierzu wurden rekombinante Antikörper gegen Proteine von Plasmodium falciparum, dem Haupterreger der Malaria beim Menschen, in Anopheles eingeführt. Diese transgenen Mücken verhindern die Vermehrung der Malariaerreger in der Mücke.^[21] Um diese Resistenzgene effizient in Wildpopulationen von Anopheles einzuführen, wurde das Verfahren des Gene Drive verwendet, bei dem das eingebrachte Gen sich von einem Allel auf das Zweite ausbreitet, so dass nach Freisetzung durch Auskreuzung schon in der ersten Generation ungefähr 99% der Nachkommen in beiden Allelen die Resistenzgene tragen.^[22] Freisetzungsexperimente wurden bisher nicht durchgeführt, da es unklar ist, ob solche Experimente ausser Kontrolle geraten könnten.^[23][24]

Da zurzeit praktisch keine genveränderten Tiere für kommerzielle Zwecke gehalten werden, ist eine konkrete Bilanz zur Zeit nicht möglich. Die kommerziell erhältlichen pharmazeutischen Produkte spielen nur eine sehr geringe Rolle.^[25]

Gentechnisch veränderte Tiere sollten den Kriterien des Tierwohls gerecht werden. In bestimmten Fällen, wie zum Beispiel beim Enthornen durch Genome Editing, wird argumentiert, dass dies für das Tier mit weniger Stress verbunden ist, da das mechanische Enthornen der jungen Tiere schmerzhaft ist. Eine verbesserte Gesundheit ist sicher auch zum Wohl des Tieres.^[26]

Das Risiko, dass gentechnisch veränderte Nutztiere sich mit ihren Wildformen kreuzen, ist sehr unwahrscheinlich. ^[27] Eine wichtige Ausnahme bilden sicher transgene Fische, wie zum Beispiel genveränderter Lachs, der deshalb nur unter strikten Kontrollen gezüchtet werden darf.^[7]

Ob die genetische Veränderung von Wildtieren, wie zum Beispiel das Einführen von Resistenzgenen gegen Malaria in Mücken, ethisch vertretbar ist, wird zurzeit intensiv diskutiert. Es ist unklar, in wie weit das Ökosystem unwiderruflich verändert werden könnte. Dies trifft insbesondere zu, wenn mit Gene Drive genetische Veränderungen schon in der ersten Generation in beiden Allelen erfolgen und so eine nicht zu stoppende Veränderung auftreten könnte.^[28] Befürworter dieser Technik argumentieren, dass spontane mutagene Prozesse langfristig das Gene Drive System so verändern, dass die Ausbreitung gestoppt würde.^[29] Der Einsatz von Gene Drive zur Elimination von invasiven Tieren ist sicher zur Zeit verfrüht und bedingt eine weltweites Übereinkommen.^[30]

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